2.3.7. Culture of sessile micro-alg

2.3.7. Culture of sessile micro-algae
Farmers of abalone (Haliotis sp.) have developed special techniques to provide food for the juvenile stages which feed in nature by scraping coralline algae and slime off the surface of rocks using their radulae. In culture operations, sessile micro-algae are grown on plates of corrugated roofing plastic, which serve as a substrate for the settlement of abalone larvae. After metamorphosis, the spat graze on the micro-algae until they become large enough to feed on macro-algae. The most common species of micro-algae used on the feeder plates are pennate diatoms (e.g. Nitzchia, Navicula). The plates are inoculated by placing them in a current of sand filtered seawater. Depending on local conditions, the micro-algae cultures on the plates take between one and three weeks to grow to a density suitable for settling of the larvae. As the spat grow, their consumption rate increases and becomes greater than the natural production of the micro-algae. At this stage, the animals are too fragile to be transferred to another plate and algal growth may be enhanced by increasing illumination intensity and/or by the addition of fertilizer.
2.3.8. Quantifying algal biomass
There are several ways to evaluate the quantity of algal biomass present in cultures either by counting the number of cells or through determination of volume, optical density or weight.
Cells can be counted either with an electronic particle counter or directly under a microscope, using a haematocytometer. The Coulter® counter and similar instruments need appropriate calibration for each algal species to be counted. Detailed instructions on operation of electronic cell counting can be found in Sheldon and Parsons (1967). The presence of contaminating particles in the same size range as the algae and failure of cells to separate after cell division may be possible sources of erroneous counts. Counting with a microscope has the advantage of allowing control of the quality of the cultures. The major difficulty in microscopic counts is reproducibility, which is a function of the sampling, diluting, and filling of the counting chamber, as well as the choice of the right type of counting chamber and range of cell concentration. Counting chambers, recommended for various cell sizes and concentrations, are listed in Table 2.9. Worksheet 2.2. details on the operation of two types of counting chambers, namely Fuchs-Rosenthal and Bürker.
A relationship between optical density and cellular concentration can be established using a spectrometer. However, variations may occur due to the fact that the chlorophyll concentration in the algal cell varies according to the culture conditions and therefore affects this relationship. In this way, a culture under low lighting conditions will be comparatively more pigmented and will eventually result in higher readings for optical density.

Kết quả (Việt) 2:

2.3.7. Văn hóa của cuống vi tảo
Nông dân của bào ngư (Haliotis sp.) Đã phát triển các kỹ thuật đặc biệt để cung cấp thức ăn cho các giai đoạn vị thành niên mà thức ăn trong tự nhiên bằng cách cạo san hô và tảo chất nhờn trên bề mặt của hòn đá sử dụng radulae của họ. Trong các hoạt động văn hóa, không cuống vi tảo được trồng trên các tấm tôn lợp nhựa, trong đó phục vụ như là một chất nền cho việc giải quyết các ấu trùng bào ngư. Sau khi biến thái, những tranh cãi chăn thả trên các vi tảo cho đến khi họ trở nên đủ lớn để nuôi vĩ mô tảo. Các loài phổ biến nhất của vi tảo được sử dụng trên các tấm trung chuyển là tảo cát pennate (ví dụ như Nitzchia, Navicula). Các tấm được cấy bằng cách đặt chúng trong một hiện tại của cát lọc nước biển. Tùy thuộc vào điều kiện địa phương, các nền văn hóa vi tảo trên các tấm mất từ một đến ba tuần để phát triển với mật độ thích hợp cho việc giải quyết của ấu trùng. Khi cãi nhau phát triển, tỷ lệ tiêu thụ của họ tăng lên và trở nên lớn hơn so với sản xuất tự nhiên của vi tảo. Ở giai đoạn này, các con vật là quá mỏng manh để được chuyển giao cho một sự phát triển tấm và tảo có thể được tăng cường bằng cách tăng cường độ chiếu sáng và / hoặc bằng cách cho thêm phân bón.
2.3.8. Lượng sinh khối tảo
Có nhiều cách để đánh giá số lượng sinh khối có mặt của tảo trong các nền văn hóa hoặc bằng cách đếm số lượng tế bào hoặc thông qua xác định khối lượng, mật độ quang học, khối lượng.
Các tế bào có thể được tính hoặc với một máy đếm hạt điện tử hoặc trực tiếp dưới kính hiển vi , sử dụng một haematocytometer. Các Coulter® truy cập và các công cụ tương tự cần hiệu chuẩn thích hợp cho từng loài tảo được tính. Hướng dẫn chi tiết về hoạt động của tế bào đếm điện tử có thể được tìm thấy trong Sheldon và Parsons (1967). Sự hiện diện của các hạt ô nhiễm trong phạm vi kích thước tương tự như tảo và thất bại của các tế bào để tách ra sau khi phân chia tế bào có thể được các nguồn có thể đếm sai. Kể với một kính hiển vi có lợi thế là cho phép kiểm soát về chất lượng của các nền văn hóa. Khó khăn lớn nhất trong việc đếm vi là tái lặp, mà là một chức năng của việc lấy mẫu, pha loãng, và làm đầy các buồng đếm, cũng như lựa chọn đúng loại đếm buồng và phạm vi nồng độ tế bào. Đếm phòng, đề nghị cho kích thước tế bào khác nhau và nồng độ, được liệt kê trong Bảng 2.9. Bảng 2.2. thông tin chi tiết về hoạt động của hai loại buồng đếm, cụ thể là Fuchs-Rosenthal và Bürker.
Một mối quan hệ giữa mật độ quang và nồng độ tế bào có thể được thiết lập bằng cách sử dụng quang phổ kế. Tuy nhiên, sự thay đổi có thể xảy ra do thực tế rằng nồng độ chất diệp lục trong tế bào tảo thay đổi tùy theo các điều kiện văn hóa và do đó ảnh hưởng đến mối quan hệ này. Bằng cách này, một nền văn hóa trong điều kiện ánh sáng thấp sẽ được tương đối sắc tố hơn và cuối cùng sẽ dẫn đến bài đọc cao hơn cho mật độ quang học.