AbstractThe total ammonium nitrogen

Abstract
The total ammonium nitrogen (TAN) concentration is often a key limiting water quality
parameter in intensive aquaculture systems. Removing ammonia (NH3) through biological activity is
thus an important objective in aquaria and aquaculture system designs. In this study, the performance
characteristics of a suspension of nitrifying cells (named ammonia binding inoculum liquid, ABIL)
have been explored. This aqueous suspension contains a highly active, nitrifying microbial
consortium that can be used to shorten the start-up period of a biofilter. Tests were performed in
freshwater at lab scale (70 l, 20 – 24 jC). Results showed that the application of the consortium at a
dose of 5 mg volatile suspended solids (VSS) l
1 assures a total removal of ammonium (NH4
+ ) and
nitrite species from 10 mg N l
1 to below the detection limit within a period of 4 days.
Experimentally, at a substrate level of 10 mg TAN l
1
, a rate of biological ammonium and nitrite
conversion of the order 0.3 – 0.5 g TAN g
1 VSS
1 day
1 could be achieved by the consortium in
the freshwater aquaria systems tested. Provided adequate aeration and dissolved oxygen (DO) levels
of 6 mg l
1 or more, no important intermediary nitrite concentrations were found. Only a small
amount of TAN was not recovered as nitrate and might have been lost through ammonia stripping.
Pre-inoculating the nitrifiers in polyurethane (PU) sponges and installation of such sponges in the
freshwater aquaria did not improve the effect compared to adding the consortium directly to the
water. After 12 months preservation of the inoculum at 4 jC, no important decrease in ammonium removal activity and only a minor decrease in the nitrite removal rate of the consortium were noticed.
1. Introduction
Fish stocking densities in aquaria and aquaculture systems are limited primarily by the
dissolved oxygen (DO) concentrations and often, also by the ammonia (NH3) concentrations
especially in systems with high hydraulic residence times (Meade, 1985).
Ammonia is formed as the principal end product from protein metabolism in fish. Fish
expel NH3 through their gills by branchial diffusion, and in freshwater fish, ammonium
(NH4
+ ) can also be branchially exchanged for a monovalent cation. Ammonia and
ammonium originating from the gills comprise 60– 90% of the total N excreted by fish
(Forster and Goldstein, 1969; Rychly, 1980). Urea is also expelled through the gills and
accounts for 9– 27% of the soluble N excreted (Clark et al., 1985). Another source of
ammonia in aquaria and aquaculture systems is microbial ammonification of organic
nitrogen in uneaten feed residues and in fish feces. This particulate matter only accounts
for 3.4 –4.2% of the total nitrogenous waste load in tank systems (Clark et al., 1985).
Ammonia exists in water in two forms, i.e., as ionized ammonium ions (NH4
+ ) and
unionized ammonia. The two species together are indicated as total ammonium nitrogen
(TAN). Unionized ammonia is the more toxic form. Levels above 0.1 mg NH3-N l
1 are
considered detrimental to fish (van Rijn et al., 1990) and in practical terms, fish should not
be chronically exposed to NH3-N levels of more than 50 AgNl
1 (Frances et al., 2000).
For larval culture, even more stringent conditions are required: Guillen et al. (1994)
reported high mortalities in groups of 1-day-old larvae of the Japanese croaker (Nibea
japonica) exposed to 2.7 and 27 Ag NH3-N l
1
.
Nitrification is the process in which ammonium is oxidized to nitrate in a two-step
process carried out by two different groups of chemolithoautotrophic bacteria. In the first
step, ammonium-oxidizing bacteria (AOB) oxidize ammonium to nitrite, which is
converted to nitrate by nitrite-oxidizing bacteria (NOB) in the second step (Focht and
Verstraete, 1977). Therefore, nitrification is an important process in fish culture, both in
home aquaria and commercial aquaculture systems, since it can convert toxic ammonia to
nitrate which is considered relatively harmless to fish and can be kept at safe levels with
regular water changes (Hargreaves, 1998).
Nitrite is formed in aquaria and aquaculture systems from the oxidation of ammonia
by chemolithoautotrophic AOB, but it can also be formed as a consequence of
denitrification activity in anoxic zones in the biofilter. The accumulation of nitrite can
be toxic to fish and other aquatic organisms. Nitrite reacts with hemoglobin to form
methemoglobin inhibiting the transport of oxygen resulting in methemoglobinemia or
brown blood disease (Frances et al., 1998). In the literature, different concentrations of
nitrite ranging from below 0.2 mg l
1 NO2

-N (Blancheton, 2000) up to 12 mg l
1
NO2

-N (Mazik et al., 1991; Chen and Lee, 1997) are being targeted as safe levels in aquaculture systems. Different parameters like exogenous chloride concentrations,
aquatic species, growth phase, exposure time, and pH affect the tolerance of the species
for nitrite.
Because of the ability to remove the ammonium ion and nitrite from water, the AOB
and NOB play an essential role in aquaria and aquaculture systems. Therefore, these
systems usually provide a solid matrix, often called a biological filter, to promote the
growth of AOB and NOB (Wheaton et al., 1994). However, AOB and especially NOB are
slow-growing organisms (Bock and Koops, 1992) with doubling times for NOB ranging
from 12 to 32 h (Ehrich et al., 1995). To shorten the time needed for the establishment of
the AOB and NOB, commercial preparations are available to seed the aquatic environment.
Past studies have generally shown these preparations to be poorly effective for
unknown reasons (Timmermans and Gerard, 1990).
Recently, a new approach for the growth and maintenance of nitrifying cultures has
resulted in the development of a product named ammonia binding inoculum liquid
(ABIL). This is a liquid-mixed microbial enrichment. In this study, the nitrification
performances of freshwater aquaria inoculated with this consortium were tested. It is
shown that application of the consortium as inoculum removes the TAN in a reliable and
reproducible way in a few days, with formation of low transient levels of nitrite.
2. Materials and methods
2.1. Growth of the consortium
The nitrifying suspension called ABIL was obtained from AVECOM (Belgium). It is
cultivated in a 500-l reactor in fed-batch mode at LabMET. The nitrifying culture was
obtained by gradual enrichment starting from natural surface water. The culture receives a
daily load of 88 g N (58.7 g TAN day
1 as ammonium chloride and 29.3 g NO2

-N
day
1 as sodium nitrite) to selectively support the growth of the nitrifying bacteria. The
feed also contains calcium carbonate as a carrier matrix, buffer, and carbon source. The pH
of the reactor is further controlled at pH 7.0 by addition of NaOH. Temperature is kept at
22 –24 jC. Compressed air is used to aerate the culture and maintain a dissolved oxygen
level of 6.0 mg O2 l

1 or higher. The cell density of the bacteria is maintained at 0.5 g
volatile suspended solids (VSS) l
1 by harvesting the culture on a regular basis. The
harvested cell suspension can be further concentrated to desirable cell densities by
sedimentation or centrifugation.
2.2. Specific activity of the consortium
The specific nitrifying activity of the ABIL consortium at different TAN concentrations
was determined as follows: 500-ml Erlenmeyer flasks filled with the consortium were
placed on a rotary shaker (115 rpm) after the addition of a specific volume of an ammonium
chloride solution (1 g TAN l
1
) to produce TAN concentrations in the range of 25 – 250 mg
l

1
. To prevent the cells from settling and to assure oxygen saturation, each Erlenmeyer
flask was equipped with a porous stone connected to an airblower. The nitrifying activity of the consortium was determined by measuring the concentration of TAN in the Erlenmeyer
flasks as a function of time. The concentration of TAN was determined with the distillation
method using a 2200 Kjeltec Auto Distillation apparatus (Foss Tecator, Sweden) (Bremner
and Keeney, 1965). The temperature of the room where the activity tests were done was
kept constant at 28 jC. For every TAN concentration, a blank test was performed to assess
the amount of nitrogen lost due to ammonia stripping. The blank test consisted of an
Erlenmeyer flask filled with tap water and a specific volume of an ammonium chloride
solution placed on the same rotary shaker and provided with a porous stone connected to an
airblower.

Kết quả (Việt) 2:

Tóm tắt
Tổng nitơ amoni (TAN) nồng độ thường là một hạn chế chất lượng nước chủ chốt
tham số trong các hệ thống nuôi thâm canh. Loại bỏ ammonia (NH3) thông qua hoạt động sinh học là
do đó là một mục tiêu quan trọng trong hồ và hệ thống nuôi trồng thủy sản thiết kế. Trong nghiên cứu này, việc thực hiện
đặc điểm của một hệ thống treo của các tế bào nitrat (tên là ammonia ràng buộc truyền chất lỏng, ABIL)
đã được khám phá. Đình chỉ dịch nước này có chứa một hoạt động rất mạnh, vi khuẩn nitrat hóa
tập đoàn có thể được sử dụng để rút ngắn thời gian khởi động của lọc sinh học. Các thử nghiệm được thực hiện ở
nước ngọt quy mô phòng thí nghiệm tại (70 l, 20-24 JC). Kết quả cho thấy các ứng dụng của tập đoàn tại một
liều 5 mg chất rắn lơ lửng dễ bay hơi (VSS) l? 1 đảm bảo một số loại bỏ amoni (NH4
+) và
loài nitrite từ 10 mg N l? 1 đến dưới giới hạn phát hiện trong vòng một khoảng thời gian 4 ngày.
Thực nghiệm, ở một mức độ chất nền của 10 mg TAN l? 1, tốc độ amoni sinh học và nitrite chuyển đổi của lệnh 0,3-0,5 g TAN g? 1 VSS? 1 ngày ? 1 có thể đạt được bởi các tập đoàn trong các hệ thống hồ nước ngọt được thử nghiệm. Cung cấp đầy đủ thông khí và oxy hòa tan (DO) cấp độ 6 mg l? 1 hoặc nhiều hơn, không có nồng độ nitrite trung gian quan trọng đã được tìm thấy. Chỉ có một nhỏ lượng TAN đã không hồi phục như nitrat và có thể đã bị mất đi qua dung dịch amoniac tước. Pre-cấy tác nitrifiers trong polyurethane (PU) bọt biển và cài đặt của bọt biển như trong các hồ nước ngọt không cải thiện được hiệu quả so với việc thêm các tập đoàn trực tiếp đến các nước. Sau khi bảo quản 12 tháng ổ bệnh tại 4 JC, không có giảm quan trọng trong hoạt động loại bỏ amoni và chỉ giảm nhẹ trong tỷ lệ khử nitrit của tập đoàn đã được nhận thấy. 1. Giới thiệu Cá mật độ nuôi trong hồ và hệ thống nuôi trồng thủy sản được giới hạn chủ yếu bởi sự oxy hòa tan (DO) nồng độ và thường xuyên, cũng bởi amoniac (NH3) nồng độ đặc biệt là trong các hệ thống với thời gian cư trú thủy lực cao (Meade, 1985). Amoniac được hình thành như sản phẩm cuối cùng chủ yếu từ quá trình chuyển hóa protein trong cá. Cá trục xuất NH3 qua mang bằng cách khuếch tán thuộc về mang cá, và trong cá nước ngọt, amoni (NH4 +) cũng có thể được trao đổi cho branchially một cation hóa trị một. Amoniac và amoni có nguồn gốc từ mang gồm 60- ​​90% trong tổng số N bài tiết bởi cá (Forster và Goldstein, 1969; Rychly, 1980). Urea cũng là trục xuất qua mang và chiếm 9- 27% của N hòa tan bài tiết (Clark et al., 1985). Một nguồn tin khác của amoniac trong các hệ thống hồ và nuôi trồng thủy sản là ammonification vi sinh hữu cơ nitơ trong dư lượng thức ăn thừa và phân cá. Hạt này dù chỉ chiếm 3,4 -4,2% của tổng số tải chất thải chứa nitơ trong hệ thống bể chứa (Clark et al., 1985). Ammonia tồn tại trong nước trong hai hình thức, tức là như ion ion amoni (NH4 +) và ammonia công đoàn. Hai loài này với nhau được chỉ định như tổng nitơ amoni (TAN). Ammonia công đoàn là hình thức độc nhiều hơn. Mức trên 0,1 mg NH3-N l? 1 được coi là bất lợi cho cá (van Rijn et al., 1990) và trong thực tế, cá nên không được kinh niên tiếp xúc với nồng độ NH3-N của hơn 50 AgNl? (. Frances et al, 2000). 1 Đối với văn hóa ấu trùng, thậm chí còn nghiêm ngặt hơn các điều kiện được yêu cầu: Guillen et al. (1994) báo cáo tỷ lệ tử vong cao ở nhóm ấu trùng 1 ngày tuổi của croaker Nhật Bản (Nibea japonica) tiếp xúc với 2,7 và 27 Ag NH3-N l? 1. Quá trình nitrat hóa là quá trình trong đó ammonium được oxy hóa thành nitrat trong một hai bước quá trình thực hiện bởi hai nhóm vi khuẩn khác nhau tác nhân ôxi hóa. Trong lần đầu tiên bước, vi khuẩn amoni-oxy hóa (AOB) bị oxi hóa amoni thành nitrit, được chuyển đổi thành nitrate bởi vi khuẩn nitrit-oxy hóa (NOB) ở bước thứ hai (Focht và Verstraete, 1977). Vì vậy, quá trình nitrat hóa là một quá trình quan trọng trong việc nuôi cá, cả trong hồ nhà và hệ thống nuôi trồng thủy sản thương mại, vì nó có thể chuyển đổi amoniac độc hại đối với nitrate được coi là tương đối vô hại đối với cá và có thể được giữ ở mức an toàn với những thay đổi nước thường xuyên (Hargreaves, 1998 ). Nitrit được hình thành trong hồ và hệ thống nuôi trồng thủy sản từ quá trình oxy hóa amoniac bởi tác nhân ôxi hóa AOB, nhưng nó cũng có thể được hình thành như là một hệ quả của hoạt động khử nitơ trong khu thiếu ôxy trong lọc sinh học. Sự tích lũy của nitrite có thể gây độc cho cá và các sinh vật thủy sinh khác. Nitrite phản ứng với hemoglobin tạo thành methemoglobin ức chế sự vận chuyển oxy dẫn đến methemoglobinemia hay bệnh máu nâu (Frances et al., 1998). Trong văn học, nồng độ khác nhau của nitrite từ dưới 0.2 mg l? 1 NO2? -N (Blancheton năm 2000) lên đến 12 mg l? 1 NO2? -N (Mazik et al, 1991;. Chen và Lee, 1997) đang là mục tiêu như mức độ an toàn trong các hệ thống nuôi trồng thủy sản. Các thông số khác nhau như nồng độ ngoại sinh clorua, các loài thủy sản, giai đoạn tăng trưởng, thời gian phơi sáng, và độ pH ảnh hưởng đến khả năng chịu đựng của các loài cho nitrite. Bởi vì khả năng loại bỏ các ion amoni và nitrit từ nước, AOB và NOB đóng một vai trò thiết yếu trong hồ nuôi trồng thủy sản và hệ thống. Vì vậy, các hệ thống này thường cung cấp một ma trận vững chắc, thường được gọi là một bộ lọc sinh học, thúc đẩy sự tăng trưởng của AOB và NOB (Wheaton et al., 1994). Tuy nhiên, AOB và đặc biệt là NOB là sinh vật phát triển chậm (Bock và Koops, 1992) với tăng gấp đôi thời gian cho NOB khác nhau, 12-32 h (Ehrich et al., 1995). Để rút ngắn thời gian cần thiết cho việc thành lập các AOB và NOB, các chế phẩm thương mại có sẵn để gieo môi trường nước. Các nghiên cứu trước thường cho thấy các chế phẩm này là kém hiệu quả cho không rõ lý do (Timmermans và Gerard, 1990). Gần đây, một mới phương pháp tiếp cận đối với sự tăng trưởng và duy trì nền văn hóa nitrat đã dẫn đến sự phát triển của một chất lỏng sản phẩm mang tên ammonia truyền chất ràng buộc (ABIL). Đây là một vi sinh vật giàu chất lỏng trộn. Trong nghiên cứu này, các nitrat hóa biểu diễn của một hồ nước ngọt chủng với tập đoàn này đã được thử nghiệm. Nó được chỉ ra rằng ứng dụng của các tập đoàn như cấy loại bỏ các TAN trong một đáng tin cậy và cách tái sản xuất trong một vài ngày, với sự hình thành của các cấp thoáng thấp của nitrite. 2. Vật liệu và phương pháp 2.1. Tăng trưởng của tập đoàn The treo nitrat gọi ABIL được thu thập từ AVECOM (Bỉ). Nó được trồng ở một 500-l lò phản ứng trong chế độ ăn-lô tại LabMET. Các nền văn hóa nitrat đã thu được bằng cách làm giàu dần dần bắt đầu từ nước mặt tự nhiên. Các nền văn hóa nhận được một tải trọng hàng ngày của 88 g N (58,7 g TAN ngày? 1 như amoni clorua và 29,3 g NO2? -N Ngày? 1 là sodium nitrite) để hỗ trợ có chọn lọc sự phát triển của các vi khuẩn nitrat. Các thức ăn có chứa canxi cacbonat như một ma trận vận chuyển, đệm, và nguồn cacbon. Độ pH của các lò phản ứng được kiểm soát hơn nữa ở pH 7,0 bằng cách thêm NaOH. Nhiệt độ được giữ ở mức 22 -24 JC. Khí nén được sử dụng để thông khí cho các nền văn hóa và duy trì một lượng oxy hòa tan mức 6,0 mg O2 l? 1 hoặc cao hơn. Mật độ tế bào của vi khuẩn được duy trì ở mức 0,5 g chất rắn lơ lửng dễ bay hơi (VSS) l? 1 bằng cách thu các nền văn hóa trên cơ sở thường xuyên. Các dịch treo tế bào thu hoạch có thể được tập trung hơn nữa để mật độ tế bào mong muốn bằng cách lắng hoặc ly tâm. 2.2. Hoạt động cụ thể của các tập đoàn Hoạt động nitrat cụ thể của các tập đoàn ABIL ở nồng độ TAN khác nhau đã được xác định như sau: bình Erlenmeyer 500 ml chứa đầy những tập đoàn được đặt trên một shaker quay (115 rpm) sau khi bổ sung một khối lượng cụ thể của một amoni giải pháp clorua (1 g TAN l 1?) để sản xuất nồng độ TAN trong khoảng 25-250 mg l? 1. Để ngăn chặn các tế bào từ giải quyết và để đảm bảo độ bão hòa oxy, mỗi Erlenmeyer flask được trang bị một hòn đá xốp kết nối với một airblower. Các hoạt động nitrat của tập đoàn đã được xác định bằng cách đo nồng độ TAN trong Erlenmeyer bình như là một hàm của thời gian. Nồng độ của TAN được xác định bằng phương pháp chưng cất phương pháp sử dụng một 2200 Kjeltec Auto chưng cất bộ máy (Foss Tecator, Thụy Điển) (Bremner và Keeney, 1965). Nhiệt độ phòng, nơi kiểm tra hoạt động đã được thực hiện đã được giữ không đổi ở 28 JC. Đối với mỗi nồng độ TAN, thử trắng đã được thực hiện để đánh giá lượng nitơ bị mất do amoniac tước. Các thử trắng bao gồm một bình Erlenmeyer đầy nước máy và một khối lượng cụ thể của một amoni clorua giải pháp đặt trên máy lắc quay như nhau và được cung cấp với một xốp đá kết nối với một airblower.