2.1.5 Determination of the Dominant

2.1.5 Determination of the Dominant Methanogenic Pathway in Anaerobic Digesters
Our current knowledge about the metabolic profile of methanogens in anaerobic digesters is limited. Although attempts have been made by a number of researchers to study methanogen population profile (Hansen et al., 1999; Karakashev et al., 2005; Karakashev et al., 2006; McMahon et al., 2001; Raskin et al., 1994; Schnürer et al., 1994; Schnürer and Nordberg, 2008), there is still a broad range of systems that have not been surveyed. In
addition, the influence of environmental and operating conditions, such as temperature, organic acid concentrations, ammonia concentrations, loading rate, pH, and the presence of certain inhibitors, has not been assessed in conjunction with an analysis of the methanogenic community. Assessing these factors in relation to the process biochemistry and/or population structure may allow better optimisation of the process by identifying key factors that could account for enhanced or reduced process efficiency or stability.
Where community structure has been analysed this has usually employed molecular biology techniques such as Fluorescent in situ Hybridisation (FISH), Quantitative Polymerase Chain Reaction (q-PCR) and DNA sequencing to profile the methanogen phylogenetic groups (Daims et al. 2005, Karakashev et al., 2006, Schnürer and Nordberg, 2008). From studying the composition of the methanogenic population, information on pathways in methanogenesis can be gathered. There are, however, several shortcomings in using molecular biology techniques to determine the dominant methanogenic pathway. Firstly, all the methods require extensive training, complicated sample preparation and instrumentation. Secondly, it is possible that certain phylogenetic group of methanogens that are present in the system may not be actively involved in methanogenesis due inhibitors etc. Thirdly, Methanosarcina (a member of the Methanosarcinaceae family) is known to adopt both acetoclastic and hydrogenotrophic pathways (Galagan et al., 2002): it is therefore not possible to distinguish the dominant methanogenic pathway if Methanosarcina is dominant in the sample.
For practical reasons, it is much more desirable to have a direct method to determine the methanogenic pathway in anaerobic digesters without the need for molecular biology methods. Currently there are a number of experimental approaches that can achieve this, for example the stable C-13 or radioactive C-14 isotopic tracer and specific inhibitor methods. Within those, the most frequently reported method is to adopt radioactive isotopic tracers, e.g. addition of C-14 isotope labelled bicarbonate and/or acetate.
Isotope labelling experiments can provide important information regarding the carbon flow in complex biochemical reactions. Some pioneering works (Wood, 1952) in searching for the mechanism of CO2 fixation and methanogenesis were reliant on the application of isotopic tracer techniques.
It is relatively straightforward to detect acetate oxidation activity by measuring the production of 14CH4 and 14CO2 from acetate labelled in the methyl group (C-2) (Karakashev et al., 2006). When acetoclastic methanogens degrade acetate, the labelled methyl group will form only labelled methane (Ferry, 1993). During syntrophic acetate oxidation, both carbon atoms of acetate are converted to carbon dioxide, and some of the carbon dioxide is subsequently reduced to methane (Schnürer et al., 1999). Therefore, significant concentrations of labelled carbon dioxide from [2-14C] acetate will be formed during the oxidation of acetate. By following the production of 14CH4 and 14CO2, the degree of acetate oxidation (measured as 14CO2 /14CH4 ratio) can be used as indicator of the dominant methanogenesis route. A low 14CO2 /14CH4 ratio is indicative of an acetoclastic dominated route and a high ratio indicative of high level of syntrophic acetate oxidation.
Several studies have proposed methods for acetate isotope labelling experiments, (Karakashev et al., 2006; Schnürer et al., 1994; Schnürer et al., 1996; Schnürer et al. 1998; Schnürer and Nordberg, 2008; Zehnder et al., 1979). Most of these have adopted a liquid scintillation counting technique for the determination of abundance of radioactive labelled CH4 and CO2. The method involves passing the biogas sample through an alkali (or in some cases ethanol-ethanolamine (1:2)) trap to absorb the CO2 content. Both the CO2 trap solution and the remaining CH4 gas in the gas sample are subsequently added into their respective scintillation cocktail for radioactivity determination.
Nelson and Zeikus (1974) introduced an in-line GC-isotopic gas proportion counter technique. This gas chromatographic procedure offers simultaneous analysis of 14C- labelled and unlabelled metabolic gases from microbial methanogenic systems. No special preparatory methods are required prior to the injection of gas samples into the gas chromatograph. The procedure for sampling is merely to withdraw gas from a reaction vial headspace and to inject this into the gas chromatograph-gas proportional counting system. Such a system has great advantages over liquid scintillation counting in respect of preparation and handling of samples and has been used in several studies (Fey and Conrad, 2000; Fey et al., 2004; Zinder and Koch, 1984). According to Zehnder et al. (1979), however, the counting efficiency of this technique is low and variable if a high concentration of non-radioactive methane is present in the gas sample, due to its own quench effect.
2.2 Nutrient Requirement for Anaerobic Digestion
A well-balanced anaerobic digestion system requires a mix of nutrients to sustain all groups of anaerobic microbes. The elements that are essential fall into the categories of macro-nutrients - elements that are required in substantial amounts, for example, nitrogen and phosphorus; and micronutrients - elements that are required only in trace amounts, but that are essential for the continuation of the process: for example, cobalt, iron, nickel, tungsten, molybdenum and selenium. Many essential nutrients, however, can become inhibitory or toxic to the anaerobic digestion process when present in high concentrations. More details about inhibitory/toxic effects during anaerobic digestion are discussed in next section.
2.2.1 Macro-Nutrients
Macro-nutrient requirements for anaerobic processes are much lower than the requirements for aerobic processes due to the lower cell yield from the degradation of equal quantities of substrate. Apart from the carbon source, the two major macro-nutrients in anaerobic processes are nitrogen and phosphorus. These must be available in the digester and the quantity required can be determined from knowing the COD of the digester feedstock. For anaerobic treatment of wastewater, Henze and Harremoes (1983) recommended a COD: N ratio of 350:7 and 1000:7 for a highly loaded and low loaded system, respectively. Generally, the most commonly recommended COD:N ratio in anaerobic digestion is 100:2.5 (Mara and Horan, 2003). Alternatively, other researchers prefer to cite C/N ratio instead of COD:N ratio. In practice, when treating various feedstocks with different characteristics, the C/N ratio has proven to be critical in the consistent operation of the anaerobic digesters. If the C/N of the substrate is too high, the digester will be deficient in nitrogen, which is needed for build-up of the bacterial mass. If the C/N ratio is too low, the degradation of the substrate leads to increases in ammonia formation and this is toxic to the anaerobic microbes (Hartmann and Ahring, 2006). For food and yard (garden) waste, the C/N ratio, based on the biodegradable organic carbon, is below 20, whereas with mixed paper, the ratio can be over 100 (Kayhanian and Tchobanoglous, 1992). For the degradation of substrates in 'high solids' (dry) anaerobic digesters, the optimum C/N ratio was found to be in the range of 25 to 30 (Hartmann and Ahring, 2006). Since different waste fractions are characterised by different C/N ratios, the optimum C/N ratio can be
achieve by co-digestion, substrate with a higher C/N ratio (e.g. paper, wood and cardboard, etc.) can be mixed with those with a lower C/N ratio.
Phosphorus is required for biological metabolism of all organisms involved in anaerobic digestion. Based on the empirical formula for cell biomass (C5H7O2NPo.o6So.1), Speece (1996) has suggested a N:P ratio of 7:1. In practice, it is common to adopt a COD:P ratio in the range of 80:1 to 200:1 (Mara and Horan, 2003).
In addition to the two major macronutrients, other elements such as sulphur, calcium, magnesium, although required to a lesser extent, also have important roles in anaerobic microorganisms. Table 2.3 summarises the optimal concentration and effects of these macro-nutrients in the anaerobic digestion process.

Kết quả (Việt) 1:

2.1.5 quyết tâm của các con đường sinh chi phối trong kỵ khí DigestersKiến thức hiện tại của chúng tôi về hồ sơ trao đổi chất của loài sinh metan trong kỵ khí digesters được giới hạn. Mặc dù những nỗ lực đã được thực hiện bởi một số nhà nghiên cứu học tập methanogen dân hồ sơ (Hansen et al., 1999; Karakashev et al., 2005; Karakashev et al., 2006; McMahon et al., năm 2001; Raskin et al., 1994; Schnürer et al., 1994; Schnürer và Nordberg, 2008), vẫn còn một loạt các hệ thống không được khảo sát. Ở Ngoài ra, ảnh hưởng của điều kiện môi trường và hoạt động, chẳng hạn như nhiệt độ, nồng độ axit hữu cơ, nồng độ amoniac, tải tốc độ, độ pH, và sự hiện diện của chất ức chế nhất định, không được đánh giá cùng với một phân tích của cộng đồng sinh. Đánh giá các yếu tố liên quan đến quá trình hóa sinh và/hoặc dân số cấu trúc có thể cho phép tối ưu hóa tốt hơn của quá trình bằng cách xác định các yếu tố quan trọng có thể tài khoản cho hiệu quả quá trình nâng cao hoặc giảm hoặc ổn định.Trong trường hợp cộng đồng cấu trúc đã được phân tích này thường đã sử dụng kỹ thuật phân tử sinh học như lai tại chỗ huỳnh quang (cá), định lượng phản ứng chuỗi Polymerase (q-Đảng Cộng sản Romania) và trình tự DNA để hồ sơ các methanogen phát sinh loài nhóm (Daims et al. 2005, Karakashev et al., năm 2006, Schnürer và Nordberg, 2008). Từ nghiên cứu thành phần dân sinh, thông tin về các con đường trong methanogenesis có thể được thu thập. Không là, Tuy nhiên, một số thiếu sót trong việc sử dụng kỹ thuật sinh học phân tử để xác định con đường sinh chi phối. Trước hết, tất cả các phương pháp yêu cầu đào tạo rộng rãi, chuẩn bị mẫu phức tạp và phương tiện. Thứ hai, nó có thể là một số nhóm phát sinh loài của loài sinh metan có mặt trong hệ thống có thể không được tích cực tham gia vào methanogenesis do ức chế vv. Thứ ba, Methanosarcina (một thành viên của gia đình Methanosarcinaceae) được biết đến thông qua con đường acetoclastic và hydrogenotrophic (Galagan et al., 2002): nó là do đó không thể phân biệt con đường chi phối sinh nếu Methanosarcina là chi phối trong mẫu.Đối với lý do thực tế, nó là nhiều hơn mong muốn có một phương pháp trực tiếp để xác định đường sinh kỵ khí digesters mà không có sự cần thiết cho phương pháp sinh học phân tử. Hiện đang có một số thử nghiệm phương pháp tiếp cận mà có thể đạt điều này, ví dụ: C-13 ổn định hoặc phóng xạ C-14 đánh dấu đồng vị và phương pháp cụ thể chất ức chế. Trong những người, thường xuyên nhất báo cáo phương pháp là để áp dụng đạn đồng vị phóng xạ, ví dụ như bổ sung các đồng vị C-14 với nhãn hiệu bicarbonate và/hoặc axetat.Đồng vị ghi nhãn thí nghiệm có thể cung cấp các thông tin quan trọng liên quan đến dòng chảy cacbon trong các phản ứng sinh hóa phức tạp. Tiên phong một số hoạt động (gỗ, 1952) trong việc tìm kiếm cơ chế của CO2 cố định và methanogenesis đã được phụ thuộc vào việc áp dụng các kỹ thuật đánh dấu đồng vị.It is relatively straightforward to detect acetate oxidation activity by measuring the production of 14CH4 and 14CO2 from acetate labelled in the methyl group (C-2) (Karakashev et al., 2006). When acetoclastic methanogens degrade acetate, the labelled methyl group will form only labelled methane (Ferry, 1993). During syntrophic acetate oxidation, both carbon atoms of acetate are converted to carbon dioxide, and some of the carbon dioxide is subsequently reduced to methane (Schnürer et al., 1999). Therefore, significant concentrations of labelled carbon dioxide from [2-14C] acetate will be formed during the oxidation of acetate. By following the production of 14CH4 and 14CO2, the degree of acetate oxidation (measured as 14CO2 /14CH4 ratio) can be used as indicator of the dominant methanogenesis route. A low 14CO2 /14CH4 ratio is indicative of an acetoclastic dominated route and a high ratio indicative of high level of syntrophic acetate oxidation.Several studies have proposed methods for acetate isotope labelling experiments, (Karakashev et al., 2006; Schnürer et al., 1994; Schnürer et al., 1996; Schnürer et al. 1998; Schnürer and Nordberg, 2008; Zehnder et al., 1979). Most of these have adopted a liquid scintillation counting technique for the determination of abundance of radioactive labelled CH4 and CO2. The method involves passing the biogas sample through an alkali (or in some cases ethanol-ethanolamine (1:2)) trap to absorb the CO2 content. Both the CO2 trap solution and the remaining CH4 gas in the gas sample are subsequently added into their respective scintillation cocktail for radioactivity determination.Nelson and Zeikus (1974) introduced an in-line GC-isotopic gas proportion counter technique. This gas chromatographic procedure offers simultaneous analysis of 14C- labelled and unlabelled metabolic gases from microbial methanogenic systems. No special preparatory methods are required prior to the injection of gas samples into the gas chromatograph. The procedure for sampling is merely to withdraw gas from a reaction vial headspace and to inject this into the gas chromatograph-gas proportional counting system. Such a system has great advantages over liquid scintillation counting in respect of preparation and handling of samples and has been used in several studies (Fey and Conrad, 2000; Fey et al., 2004; Zinder and Koch, 1984). According to Zehnder et al. (1979), however, the counting efficiency of this technique is low and variable if a high concentration of non-radioactive methane is present in the gas sample, due to its own quench effect.2.2 Nutrient Requirement for Anaerobic DigestionA well-balanced anaerobic digestion system requires a mix of nutrients to sustain all groups of anaerobic microbes. The elements that are essential fall into the categories of macro-nutrients - elements that are required in substantial amounts, for example, nitrogen and phosphorus; and micronutrients - elements that are required only in trace amounts, but that are essential for the continuation of the process: for example, cobalt, iron, nickel, tungsten, molybdenum and selenium. Many essential nutrients, however, can become inhibitory or toxic to the anaerobic digestion process when present in high concentrations. More details about inhibitory/toxic effects during anaerobic digestion are discussed in next section.2.2.1 Macro-NutrientsMacro-nutrient requirements for anaerobic processes are much lower than the requirements for aerobic processes due to the lower cell yield from the degradation of equal quantities of substrate. Apart from the carbon source, the two major macro-nutrients in anaerobic processes are nitrogen and phosphorus. These must be available in the digester and the quantity required can be determined from knowing the COD of the digester feedstock. For anaerobic treatment of wastewater, Henze and Harremoes (1983) recommended a COD: N ratio of 350:7 and 1000:7 for a highly loaded and low loaded system, respectively. Generally, the most commonly recommended COD:N ratio in anaerobic digestion is 100:2.5 (Mara and Horan, 2003). Alternatively, other researchers prefer to cite C/N ratio instead of COD:N ratio. In practice, when treating various feedstocks with different characteristics, the C/N ratio has proven to be critical in the consistent operation of the anaerobic digesters. If the C/N of the substrate is too high, the digester will be deficient in nitrogen, which is needed for build-up of the bacterial mass. If the C/N ratio is too low, the degradation of the substrate leads to increases in ammonia formation and this is toxic to the anaerobic microbes (Hartmann and Ahring, 2006). For food and yard (garden) waste, the C/N ratio, based on the biodegradable organic carbon, is below 20, whereas with mixed paper, the ratio can be over 100 (Kayhanian and Tchobanoglous, 1992). For the degradation of substrates in 'high solids' (dry) anaerobic digesters, the optimum C/N ratio was found to be in the range of 25 to 30 (Hartmann and Ahring, 2006). Since different waste fractions are characterised by different C/N ratios, the optimum C/N ratio can beđạt được bằng đồng tiêu hóa, chất nền với một tỷ lệ C/N cao (ví dụ như giấy, gỗ và các tông, vv) có thể được trộn lẫn với những người có một tỷ lệ C/N thấp hơn.Phốt pho là cần thiết cho sự trao đổi chất sinh học của tất cả các sinh vật tham gia vào kỵ khí tiêu hóa. Dựa trên công thức thực nghiệm cho tế bào nhiên liệu sinh học (C5H7O2NPo.o6So.1), Speece (1996) đã đề xuất một tỷ lệ N:P 7:1. Trong thực tế, nó là phổ biến để áp dụng một tỷ lệ COD:P trong phạm vi 80:1 đến 200: 1 (Mara và Horan, 2003).Ngoài các chất dinh dưỡng chính hai yếu tố khác như lưu huỳnh, canxi, magiê, mặc dù yêu cầu đến một mức độ thấp hơn, cũng có vai trò quan trọng trong anaerobic vi sinh vật. Bảng 2.3 toùm nồng độ tối ưu và ảnh hưởng của các chất dinh dưỡng vĩ mô trong quá trình tiêu hóa kị khí.

Kết quả (Việt) 2:

2.1.5 Xác định các vi sinh methanogenic Dominant Pathway trong kỵ khí Bể phân huỷ
kiến thức hiện tại của chúng tôi về sự trao đổi chất của methanogen trong bể phân hủy kỵ khí bị hạn chế. Mặc dù nỗ lực đã được thực hiện bởi một số nhà nghiên cứu để nghiên cứu hồ sơ của dân methanogen (Hansen et al, 1999;. Karakashev et al, 2005;. Karakashev et al, 2006;. McMahon et al, 2001;. Raskin et al, 1994. ; Schnürer et al, 1994;. Schnürer và Nordberg, 2008), vẫn còn là một loạt các hệ thống chưa được khảo sát. Trong
Ngoài ra, ảnh hưởng của điều kiện môi trường và điều hành, chẳng hạn như nhiệt độ, nồng độ axit hữu cơ, nồng độ ammonia, tốc độ tải, pH, và sự hiện diện của các chất ức chế nhất định, chưa được đánh giá kết hợp với một phân tích của các cộng đồng vi sinh methanogenic. Đánh giá các yếu tố liên quan đến quá trình sinh hóa và / hoặc cấu trúc dân số có thể cho phép tối ưu hóa tốt hơn của quá trình này bằng cách xác định các yếu tố chính để có thể cho tính hữu hiệu quá trình nâng cao hoặc giảm hoặc ổn định.
Trong trường hợp cấu trúc cộng đồng đã được phân tích này đã thường được sử dụng kỹ thuật sinh học phân tử chẳng hạn như đèn huỳnh quang tại chỗ lai (FISH), định lượng phản ứng chuỗi polymerase (q-PCR) và giải trình tự DNA để cấu các nhóm phát sinh loài methanogen (Daims et al. 2005, Karakashev et al., 2006, Schnürer và Nordberg, 2008). Từ việc nghiên cứu các thành phần của dân số vi sinh methanogenic, thông tin trên các con đường trong khí methan có thể được thu thập. Tuy nhiên, một số thiếu sót trong việc sử dụng các kỹ thuật sinh học phân tử để xác định con đường vi sinh methanogenic chi phối. Thứ nhất, tất cả các phương thức đòi hỏi việc luyện tập, chuẩn bị mẫu phức tạp và thiết bị đo đạc. Thứ hai, nó có thể là một số nhóm phát sinh loài của methanogens, chúng có mặt trong hệ thống có thể không được tham gia tích cực trong khí methan do ức chế vv Thứ ba, Methanosarcina (một thành viên của gia đình Methanosarcinaceae) được biết đến thông qua hai con đường acetoclastic và hydrogenotrophic (Galagan . et al, 2002): do đó nó là không thể phân biệt được các con đường vi sinh methanogenic trội nếu Methanosarcina là chiếm ưu thế trong mẫu.
Vì lý do thực tế, nó là nhiều hơn mong muốn có một phương pháp trực tiếp để xác định con đường vi sinh methanogenic trong bể phân hủy yếm khí mà không có sự cần cho phương pháp sinh học phân tử. Hiện nay có một số phương pháp tiếp cận thực nghiệm có thể đạt được điều này, ví dụ như C-13 hoặc phóng xạ C-14 đánh dấu đồng vị ổn định và phương pháp ức chế cụ thể. Trong đó, phương pháp báo cáo thường xuyên nhất là áp dụng các chất đánh dấu đồng vị phóng xạ, ví dụ như bổ sung của C-14 đồng vị có nhãn bicarbonate và / hoặc acetate.
Thí nghiệm ghi nhãn đồng vị có thể cung cấp thông tin quan trọng liên quan đến dòng carbon trong các phản ứng sinh hóa phức tạp. Một số công trình tiên phong (Wood, 1952) trong việc tìm kiếm các cơ chế của sự cố định CO2 và khí methan là dựa vào việc áp dụng các kỹ thuật đánh dấu đồng vị.
Nó là tương đối đơn giản để phát hiện hoạt động oxy hóa acetate bằng cách đo sản xuất 14CH4 và 14CO2 từ acetate dán nhãn trong nhóm methyl (C-2) (Karakashev et al., 2006). Khi methanogen acetoclastic làm suy giảm acetate, các nhóm methyl gắn nhãn sẽ tạo thành khí metan chỉ có nhãn (Ferry, 1993). Trong syntrophic acetate quá trình oxy hóa, cả hai nguyên tử carbon của acetate được chuyển thành carbon dioxide, và một số các carbon dioxide sau đó được giảm xuống methane (Schnürer et al., 1999). Vì vậy, nồng độ đáng kể của nhãn carbon dioxide từ [2-14C] acetate sẽ được hình thành trong quá trình oxy hóa của acetate. Bằng cách theo dõi sản xuất 14CH4 và 14CO2, mức độ oxy hóa acetate (tính theo tỷ lệ 14CO2 / 14CH4) có thể được sử dụng như là chỉ số của đường khí methan chi phối. A thấp tỷ lệ 14CO2 / 14CH4 là biểu hiện của một tuyến đường acetoclastic thống trị và một tỷ lệ cao chỉ có trình độ cao của syntrophic acetate quá trình oxy hóa.
Một số nghiên cứu đã đề xuất phương pháp thí nghiệm ghi nhãn acetate đồng vị, (Karakashev et al, 2006;. Schnürer et al,. 1994; Schnürer et al 1996,;. Schnürer et al 1998;. Schnürer và Nordberg, 2008;. Zehnder et al, 1979). Hầu hết trong số này đã được thông qua một kỹ thuật đếm nhấp nháy lỏng cho việc xác định sự phong phú của CH4 có nhãn phóng xạ và CO2. Phương pháp này liên quan đến việc đi qua các mẫu khí sinh học thông qua dịch kiềm (hoặc trong một số trường hợp ethanol-etanolamin (1: 2)) cái bẫy để hấp thụ hàm lượng CO2. Cả hai giải pháp bẫy CO2 và các khí CH4 còn lại trong mẫu khí sau đó được bổ sung vào cocktail nhấp nháy tương ứng của họ đối với phóng xạ xác định.
Nelson và Zeikus (1974) đã giới thiệu một GC-đồng vị tỷ lệ khí kỹ thuật truy cập in-line. Thủ tục sắc ký khí này cung cấp các phân tích đồng thời của 14C- khí chuyển hóa có nhãn và dán nhãn từ các hệ thống vi sinh methanogenic vi sinh vật. Không có phương pháp chuẩn bị đặc biệt được yêu cầu trước khi tiêm mẫu khí vào sắc phổ khí. Thủ tục lấy mẫu chỉ đơn thuần là để rút khí đốt từ một khoảng trống phản ứng lọ và bơm này vào hệ thống đếm tỉ lệ khí sắc ký khí. Một hệ thống như vậy có lợi thế rất lớn trên nhấp nháy đếm lỏng trong sự tôn trọng của việc chuẩn bị và xử lý mẫu và đã được sử dụng trong một số nghiên cứu (Fey và Conrad, 2000;. Fey et al, 2004; Zinder và Koch, 1984). Theo Zehnder et al. (1979), tuy nhiên, hiệu quả đếm của kỹ thuật này là thấp và biến nếu nồng độ cao của khí mêtan không phóng xạ có trong mẫu khí, do hiệu ứng dập tắt riêng của mình.
Yêu cầu 2.2 dinh dưỡng cho Anaerobic Digestion
Một kỵ khí cân bằng tốt hệ thống tiêu hóa đòi hỏi một kết hợp của các chất dinh dưỡng để duy trì tất cả các nhóm vi khuẩn kỵ khí. Các yếu tố đó là mùa thu thiết yếu vào các loại chất dinh dưỡng vĩ mô - yếu tố cần có trong một số tiền lớn, ví dụ, nitơ và phốt pho; và vi chất dinh dưỡng - yếu tố được yêu cầu chỉ trong một lượng nhỏ, nhưng đó là điều cần thiết cho sự tiếp tục của quá trình: ví dụ, coban, sắt, niken, vonfram, molypden và selen. Nhiều chất dinh dưỡng cần thiết, tuy nhiên, có thể trở nên ức chế hay gây độc cho quá trình tiêu hóa yếm khí khi có mặt ở nồng độ cao. Thông tin chi tiết về ức chế / hiệu ứng độc hại trong quá trình tiêu hóa yếm khí sẽ được thảo luận trong phần tiếp theo.
2.2.1 Macro-Nutrients
yêu cầu Macro-dinh dưỡng cho quá trình yếm khí là thấp hơn nhiều so với các yêu cầu đối với các quá trình hiếu khí do sản lượng tế bào thấp hơn từ sự suy thoái của những lượng bằng nhau của chất nền. Ngoài nguồn carbon, hai chất dinh dưỡng vĩ mô quan trọng trong quá trình yếm khí là nitơ và phốt pho. Đây phải là có sẵn trong nồi và số lượng cần thiết có thể được xác định từ khi biết sự COD của nguyên liệu phân hủy. Đối với xử lý yếm khí nước thải, Henze và Harremoes (1983) đề nghị một COD: tỷ lệ N 350: 7, 1000: 7 cho một hệ thống nạp cao tải và thấp, tương ứng. Nói chung, COD thường được đề nghị nhất: tỷ lệ N trong phân hủy yếm khí là 100: 2,5 (Mara và Horan, 2003). Ngoài ra, các nhà nghiên cứu khác lại thích trích dẫn C N tỷ lệ / thay vì COD: tỷ lệ N. Trong thực tế, khi điều trị các nguyên liệu khác nhau với các đặc tính khác nhau, tỷ lệ C / N đã được chứng minh là rất quan trọng trong các hoạt động phù hợp của các phân hủy yếm khí. Nếu C / N của chất nền là quá cao, nồi sẽ được thiếu trong nitơ, đó là cần thiết cho xây dựng của các khối của vi khuẩn. Nếu tỉ lệ C / N là quá thấp, sự xuống cấp của chất nền dẫn đến sự gia tăng trong việc hình thành amoniac và điều này là độc hại đối với các vi khuẩn kỵ khí (Hartmann và Ahring, 2006). Đối với thực phẩm và sân (vườn) chất thải, các C / N tỷ lệ, dựa trên carbon hữu cơ phân hủy sinh học, dưới 20, trong khi với giấy hỗn hợp, tỷ lệ này có thể được hơn 100 (Kayhanian và Tchobanoglous, 1992). Đối với sự suy thoái của nền trong 'chất rắn cao' (khô) phân hủy kỵ khí, tối ưu tỷ lệ C / N được tìm thấy là trong khoảng 25-30 (Hartmann và Ahring, 2006). Từ các phân số chất thải khác nhau được đặc trưng bởi C / N tỷ lệ khác nhau, tối ưu C / N tỷ lệ có thể
đạt được bằng đồng tiêu hóa, chất nền với một cao hơn C / N tỷ lệ (ví dụ như giấy, gỗ và các tông, vv) có thể được trộn lẫn với những người có thấp hơn tỷ lệ C / N.
Phospho là cần thiết cho quá trình chuyển hóa sinh học của tất cả các sinh vật tham gia vào quá trình tiêu hóa yếm khí. Dựa trên công thức thực nghiệm cho sinh khối tế bào (C5H7O2NPo.o6So.1), Speece (1996) đã đề nghị một N: P 7: 1. Trong thực tế, người ta thường áp dụng một COD: tỷ lệ P trong khoảng 80: 1 đến 200:. 1 (Mara và Horan, 2003)
Ngoài hai chất dinh dưỡng quan trọng, các yếu tố khác như lưu huỳnh, canxi, magiê, mặc dù yêu cầu một mức độ thấp hơn, cũng có vai trò quan trọng trong các vi sinh vật kỵ khí. Bảng 2.3 tóm tắt các nồng độ tối ưu và hiệu quả của những macro chất dinh dưỡng trong quá trình tiêu hóa yếm khí.